生物工艺自动化实践：走进一个自运行的发酵实验室

大多数生物工艺数据仍然是由站在实验台前的人采集的。有人取样，有人做分析，有人决定是否调整补料。这在朝九晚五的工作时间内行得通。但到了七天发酵的第四天凌晨 2 点就不那么行得通了，而有趣的现象往往恰恰发生在这个时候。

生物工艺中的自动化通常被视为一个调度问题——如何在无人在场的情况下取样。而在实践中，更难的问题是系统拿到结果后如何处理。一个能自动取样、却仍需等待科学家解读数据的平台，只是转移了瓶颈，而没有消除瓶颈。

本文借鉴我们为 AZoNetwork 的 Industry Focus: Biotechnology 电子书撰写的三项案例研究，探讨实现闭环究竟需要哪些条件。完整合集可在本页末尾免费下载，无需注册。

人们所说的“自动化”指的是哪三件事

这个词背后包含三种不同的能力，它们的难度并不相同。

自动控制——将温度、pH、溶解氧和搅拌速度保持在设定值。每台现代生物反应器都能做到这一点，而且已有数十年历史。

自动取样与分析——在无人在场的情况下从反应釜中取样并获得测量结果。这需要液体处理、样品传输，以及能够接收机器人（而非人工）送样的分析仪器。

自动决策——利用测量结果来改变反应器的下一步操作。正是这一步，让一个可以通宵运行的实验室变成可以无人值守运行一周的实验室，这也是基于模型的自动化真正体现价值的地方。

大多数实验室具备第一种能力，许多实验室具备第二种能力。而第三种能力决定了单位日历时间内能获得多少可用数据，差距正体现于此。

走进 KIWI-biolab：以反应器为运行核心

柏林工业大学 (Technical University of Berlin) 生物工艺工程系正是围绕这一问题建立了 KIWI-biolab。其研究重点是生物工艺和分析的基于模型的自动化——将硬件与自动化连接起来，从而由平台而非操作人员推动实验进行。

其 BioXplorer Facility 的核心是 BioXplorer 100，可运行长达七天的连续发酵和长达 50 小时的补料分批发酵。所用菌株主要为巴斯德毕赤酵母 (Pichia pastoris) 和大肠杆菌 (Escherichia coli)，项目涵盖疫苗抗原、抗体生产以及包括葡萄糖氧化酶在内的酶合成。

该装置中有三个细节值得一提，因为每一个都决定着集成方案能否在真实实验室中经受住考验。

补料是自动化发酵的难点所在。KIWI-biolab 的补料分批策略要求对液体添加进行严格控制，该平台的液体补料模块可处理连续和脉冲两种补料方案，涵盖用于 pH 控制的酸和碱、葡萄糖或甘油基培养基以及甲醇。如果不能同时精确补料，自动取样就没有多大用处——一个为期一周的动态实验需要两者兼备。

温度循环是常规操作，而且会低于室温。许多此类工艺需要在约 20 至 37 °C 之间切换。要将设定值保持在室温以下，就需要主动冷却，这里通过兼容 Huber Minichiller 来实现。尾气分析则通过 BlueSens 传感器同步进行。

集成是融入现有基础设施，而不是围绕它重建。反应器被引入实验室已有的装置中，而不是围绕反应器重建整个实验室。对大多数课题组来说，这是决定性的限制条件。问题很少在于某个平台单独来看是否足够强大，而在于它能否与实验台上现有的液体处理器、冷水机和分析仪器协同工作。

闭环中的分析环节

只有自动化发酵而没有自动化分析，结果就是反应器能够自行运行，而待分析的样品却只能排队等候。

在 KIWI-biolab，Tecan Freedom Evo 150 液体处理工作站执行自动取样，同时还向反应釜中添加补充脉冲——例如添加 IPTG 以诱导工程菌株的基因表达，或向培养物中补充镁。随后，移动式机器人实验室助手 MiLA 将这些样品转移到分析平台。

之后，Cedex Bio HT 测量与工艺相关的参数——葡萄糖、甘油、乙酸盐、镁和氨，而二维 HPLC QTOF 则解析培养基中的其他底物和代谢物。

这条链路的意义不在于单台仪器，而在于测量结果能在发酵仍在进行时获得，其分辨率是人工取样无法企及的，从而使工艺优化的重点转向数据解读，而不再是如何获取数据的后勤问题。

让培养物保持稳定：恒浊器

分批培养每次运行只能得到一条生长曲线，并且会随着营养供给和代谢状态的变化而不断推进。如果您希望在某一生长速率下研究细胞，而不是让细胞只是经过这一生长速率，那么这种方式代价高昂。

恒浊器通过实时响应浊度反馈、调节新鲜培养基的流入量，使细胞密度保持恒定。培养物维持在一个确定的生理状态，而不是依次经历一系列状态。

在 BioXplorer 100 上，这一功能通过集成的 BioVIS 探头实现原位光衰减测量，泵送系统则由 WinISO 控制。有一个实际细节值得了解：在高生物量下，光散射会使探头响应呈非线性，因此需要非线性校准曲线将探头输出与实际细胞密度关联起来。如果跳过这一步，控制回路维持的就是错误的目标。

一次典型的大肠杆菌 (E. coli) 运行过程如下：

1. 延滞期和早期生长（0–155 min）。接种后约 55 分钟为延滞期，随后 OD 上升，DO 因耗氧而下降。
2. 指数生长期（155–300 min）。生物量迅速增加，DO 持续下降。约 275 分钟时 DO 急剧上升——这是培养基耗尽的特征信号。
3. 恒浊控制启动（约 300 min）。达到 OD 设定值后，系统进入稀释阶段：补料泵流量增加，新鲜培养基进入，OD 稳定在目标值。
4. 稳态。稀释使细胞浓度回到设定值，DO 出现尖峰后趋于平稳，培养物可在该状态下按需维持任意时长。

其结果是：在长期实验或对比实验中保持一致的生理状态，可进行用于筛选的平行培养，并且无需集成外部光学监测硬件。

当氧气成为上限时——以及为什么提高 kLa 并非解决之道

在好氧发酵中，限制密度的实际因素往往是氧气而非营养物质。氧气在水性介质中溶解度很低，传质速率便成为工艺能力的上限。

常规做法是加大搅拌或增加通气量。但两者都有局限——前者会造成剪切损伤，后者会导致起泡和气提。对于藻类和变形虫等脆弱生物而言，剪切绝非次要问题，它会直接影响细胞完整性。

加压是第三条途径。它之所以有效，其原因值得准确说明，因为这一点很容易被错误表述。

在 BioXplorer 400P（一款四区平行加压生物反应器）上进行的测试，使用了 500 mL 不锈钢反应器，工作体积为 300 mL 稀亚硫酸钠溶液，通气量为 1 vvm (300 sccm)。溶解氧设定值保持在 120 至 250 % 之间，背压调节器工作范围为 0.4 至 2.5 bar；随后通过加入亚硫酸钠清除液体中的氧气，对稳定性进行压力测试——调节器则通过升高压力来维持设定值。

具有启发意义的结果在于没有发生变化的部分。在各拟合区间内，kLa 均为 2.0 min⁻¹ ± 10 %，与压力无关。压力完全没有提高传质系数。

压力改变的是溶解氧浓度，它与氧分压近似呈线性关系，符合亨利定律。压力提高的是传质推动力，而不是传质系数——由于两者可以分开调控，因此您可以在不改变搅拌、从而不增加剪切的情况下提高氧气供给。

对于好氧工艺已进入平台期、并认为限制来自生物学因素的课题组而言，值得确认这一上限是否实际上是物理性的，以及两个因素中究竟哪一个起限制作用。早期研究还表明，在这些台式系统上保持恒定 kLa 是一种可行的放大依据，其数值可在传统规模的生物反应器中重现。¹

合集中的其他内容

九篇文章中有三篇出自我们。其余六篇是由 AZoNetwork 编辑遴选的独立研究，内容远不止于发酵：

• 一种可选择性切割肿瘤 DNA、同时不损伤健康细胞的 CRISPR 工具
• 生物制药领域新兴的纳米平台——LNP、外泌体和智能纳米载体
• 个性化生物制药中的传感器技术
• 一种完全由生物材料制成的环保激光器
• 用于骨肉瘤术后管理的双功能生物材料
• 可逆转细菌抗生素耐药性的 CRISPR 基因驱动技术

我们赞助了本期电子书，但并未委托撰写或参与撰写这六篇文章。这正是它值得一读的原因——它是一份收录了我们工作的编辑汇编，而不是一本围绕若干文章编排的产品手册。

下载合集

如果您希望探讨如何将这些内容应用到您自己的工艺中，我们的生物工艺专家很乐意与您沟通。

常见问题

什么是恒浊器？它与恒化器有何不同？

两者都是连续培养方法。恒化器保持稀释速率恒定，让细胞密度自行趋于稳定。恒浊器则根据浊度反馈改变稀释速率，从而保持细胞密度恒定。当需要将细胞维持在固定的生理状态（尤其是在高密度下）时，恒浊器是更好的选择。

提高压力会增加 kLa 吗？

不会——这是一个常见的误解。在 BioXplorer 400P 上的测试中，kLa 保持在 2.0 min⁻¹ ± 10 %，且与压力无关。压力提高的是溶解氧浓度，它与氧分压近似呈线性关系，符合亨利定律。压力增加的是传质推动力，而不是传质系数。

为什么用加压而不是加大搅拌？

搅拌可以提高氧传递，但会增加剪切，从而损伤藻类和变形虫等脆弱培养物。加压则可以在不付出这一代价的情况下提高溶解氧，因此适用于对剪切敏感的生物，以及任何已达到搅拌极限的工艺。

什么是 kLa？

体积氧传质系数——衡量氧气从气泡进入液体的效率。它表征氧气可供细胞利用的速度，是衡量好氧发酵性能和放大的标准参数。

生物反应器能否与我们现有的液体处理器和机器人集成？

可以，而且这通常比反应器规格本身更为重要。在 KIWI-biolab，BioXplorer 100 被集成到现有基础设施中，与 Tecan Freedom Evo 150 液体处理器、移动式机器人助手、Huber Minichiller 以及 BlueSens 尾气分析系统协同工作。

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参考文献

1. Gill, N.K. et al. (2008) —— 以恒定 kLa 作为从台式生物反应器放大到传统规模生物反应器的依据。（引自原始白皮书；完整引文待发布前确认。）
2. AZoNetwork (2026) Industry Focus: Biotechnology，第 3 期，2026年8月。由 H.E.L 集团赞助。
3. KIWI-biolab，生物工艺工程系，柏林工业大学 (Technische Universität Berlin)。